miR-23b直接靶向IL-11抑制SMMC-7721细胞增殖研究

杨登科;黄智;张帅;向雷;周石;李兴;蒋天鹏

【摘 要】目的 探讨肝细胞肝癌(HCC)组织微小RNA(miR)-23b表达与癌症进展的关系,miR-23b是否通过靶向白细胞介素(IL)-11影响肝癌细胞增殖.方法 采用免疫组化分析和逆转录-定量聚合酶链反应(RT-qPCR)检测HCC和相邻正常肝组织中IL-11和IL-11受体(R)α表达水平,RT-qPCR和蛋白印迹法检测不同HCC细胞株SMMC-7721、LM3、Hep3B中miR-23b表达水平,随后检测转染miR-23b激动剂、拮抗剂和对照组SMMC-7721细胞中miR-23b、IL-11、IL-11Rα表达水平.采用集落形成和细胞凋亡分析检测转染miR-23b激动剂和拮抗剂的SMMC-7721细胞增殖和凋亡.采用荧光素酶测定系统了解IL-11是否为miR-23b直接作用靶标.采用集落形成和流式细胞仪检测pcDNA-IL-11转染miR-23b激动剂及小干扰RNA(siRNA)转染miR-23b拮抗剂对SMMC-7721细胞增殖和凋亡的影响.结果 HCC组织miR-23b表达与癌症进展呈负相关.与邻近正常肝组织相比,HCC组织miR-23b表达显著下调,IL-11、IL-1 1Ro表达显著上调,miR-23b表达与IL-11、IL-1 1Rα表达呈负相关.IL-11是miR-23b调节HCC进展直接靶标,miR-23b可通过靶向IL-11抑制SMMC-7721细胞增殖并促进其凋亡.结论 miR-23b可通过调节IL-11、IL-1 1Rα表达抑制肝癌进展,可能直接下调IL-11表达而在HCC进展中起抑癌作用.miR-23b可能是未来肝癌治疗的潜在靶点. 【期刊名称】《介入放射学杂志》 【年(卷),期】2019(028)004 【总页数】9页(P358-366)

【关键词】肝细胞肝癌;微小RNA-23b;白细胞介素-11;白细胞介素-11受体α;增殖

【作 者】杨登科;黄智;张帅;向雷;周石;李兴;蒋天鹏

【作者单位】550004贵阳 贵州医科大学影像学院;550004贵阳 贵州医科大学影像学院;550004贵阳 贵州医科大学影像学院;550004贵阳 贵州医科大学影像学院;550004贵阳 贵州医科大学影像学院;550004贵阳 贵州医科大学影像学院;550004贵阳 贵州医科大学影像学院 【正文语种】中 文 【中图分类】R735.7

现阶段肝细胞肝癌（HCC）诊断和治疗均取得了巨大进步，但5年生存率仍不尽如人意，即使是手术切除的早期患者也仅为47%～53%［1-2］。血清甲胎蛋白水平早期检测诊断HCC灵敏度仅为39%～65%，特异度也不高［3］，患者确诊时大多已晚期，无法根治性治疗［4］，传统手术切除、放化疗及介入治疗效果有限［5-6］，有必要探索新的有效治疗靶点。非编码RNA（ncRNA）在基因表达、发育和分化中发挥重要作用［7-9］。 微小 RNA（microRNA，miRNA/miR）是ncRNA重要亚型，一般通过直接结合靶mRNA参与基因表达调节［10］，还参与调节脂质代谢、细胞凋亡、免疫反应和 DNA 修复［3，11］。 近期研究发现 miR-23b对HCC进展有一定调节作用［12］，但其潜在机制仍不明确。早期有研究报道白细胞介素（IL）-11通过IL-11受体（IL-11R）信号转导通路参与调节几种恶性肿瘤如HCC等进展［13-14］。本研究探讨HCC组织中miR-23b表达与癌症进展关系，其是否通过靶向IL-11对癌细胞增殖产生影响，从而为

HCC防治提供新的候选靶标。 1 材料与方法

收集病理检查结果提示为HCC的20例患者肝癌组织及其邻近正常肝组织。其中男11例，女9例；年龄＜50岁9例，≥50岁11例。所有患者均签署书面知情同意书，本研究获医院伦理委员会批准。所有组织学样品均由贵州医科大学附属医院提供并储存在-80℃低温冰箱。 1.1 细胞培养和转染

人 HCC细胞株为 SMMC-7721、LM3和 Hep3B（美国菌种保藏中心，ATCC），均在含10%胎牛血清（FBS，美国Gibco公司）并加入100 U/mL青霉素或链霉素（德国Sigma-Aldrich公司）的Dulbecco改良Eagle培养基（DMEM，美国Gibco公司、Thermo Fisher科技公司）及 37℃、5%CO2、95%空气加湿孵化器中培养。

将SMMC-7721细胞以1×105细胞/孔的浓度接种至6孔板，并在不含抗生素培养基中培养24 h，采用LipofectamineTM2000试剂（美国Thermo Fisher科技公司）以miR-23b激动剂、拮抗剂或相应阴性对照（NC）转染细胞。根据制造商说明书，将pcDNA-白细胞介素（IL）-11质粒或小干扰 RNA（siRNA）转染至SMMC-7721细胞。 1.2 免疫组化分析

采用Histostain-Plus试剂盒（美国 MRBiotech公司）制备HCC和正常组织；将组织切成4 μm厚切片，脱石蜡切片与普通牛血清室温下孵育2 h，4℃下与IL-11或IL-11Rα一抗（美国Santa Cruz生物技术公司）孵育过夜；将切片与生物素化结合二抗在室温下再孵育2 h以上，用二氨基联苯胺（DAB，丹麦Dako公司，美国Agilent公司）显色切片，并用苏木精-伊红（HE）复染。 1.3 逆转录-定量聚合酶链反应检测

采用TRIzol试剂（美国Thermo Fisher科技公司）提取HCC组织、相邻正常肝组织和HCC细胞株总RNA，用 RevertAid First Strand cDNA Synthesis试剂盒（美国Thermo Fisher科技公司）通过逆转录（RT）自提取RNA合成cDNA；采用SYBRGreen定量聚合酶链反应（qPCR）Master Mix试剂盒（日本 TaKaRa中国大连公司）检测mRNA表达水平。qPCR步骤：先在95℃反应30 s， 再在95℃行40次循环5 s，最后在 60℃反应 34 s。miR-23b、IL-11、IL-11Rα、3-磷酸甘油醛脱氢酶（GAPDH）和U6（作为内部上样对照的miRNA）引物序列由生工生物工程（上海）公司提供，GAPDH：5'-CCTCGTCTCATAGACAAGATGGT-3'和 5'-GGGTAGAGTCATACTGGAACA-TG-3'；U6：5'-CTCGCTTCGGCACA-3'和 5'-AACGCTTCA-CGAATTTGCGT-3'；miR-23b：5'-GCC-GCTGTAAACATCCTACACT-3'和5'-GTGCAGGGT-CCGAGGT-3'；IL-11：5'-GTTGAGGAACTGATGGA-GGACA-3' 和 5'-TTGCACACATACACCAGGCTGT-3'；IL-11Rα：5'-ACTTCCTGCTCAAGTTCCGT-3'和 5'-GGCACTGACTCGTACAGCAT-3'。将 IL-11、IL-11Rα mRNA与GAPDH mRNA表达水平，miR-23b mRNA与U6 mRNA表达水平作对照，qPCR和2-ΔΔCq方法计算基因相对表达量［15］。 1.4 集落形成检测与细胞凋亡分析

将转染的SMMC-7721细胞接种至6孔板，在含10%FBS DMEM中培养2周；这些细胞用甲醇固定并用0.1%结晶紫染色，计数和测量；膜联蛋白（annexin，ANX）-Ⅴ/碘化丙啶（PI）双染色（美国 BD医疗公司）和流式细胞术检测转染SMMC-7721细胞凋亡率；收集转染SMMC-7721细胞并重悬于500 mL含5 mL ANX-Ⅴ-异硫氰酸荧光素（FITC）和PI缓冲液，密度为1×105细胞/mL；光保护下室温孵育约20 min，作流式细胞分析。 1.5 蛋白印迹检测

采用miR-23b激动剂和激动剂NC对照，拮抗剂和拮抗剂NC对照转染的SMMC-7721细胞，放射免疫沉淀测定（RIPA）缓冲液［0.1%十二烷基硫酸钠（SDS）、1%Triton X-100、1 mmol/L MgCl2、10 mmol/L Tris-HCl，pH7.4］裂解，然后在冰上用超声波细胞破碎剂破碎；高速离心后除去碎片，收集上清液；根据蛋白质测定试剂（美国Bio-Rad Laboratories公司）说明书定量总蛋白质浓度，10%SDS-聚丙烯酰胺凝胶上分离蛋白质50 μg并转移至纤维素膜（美国EMD Millipore公司）上；将膜浸入5%脱脂奶粉（w/v）中室温浸泡2 h阻断非特异性位点；4℃下将膜与IL-11（1 ∶500）或 IL-11Rα 一抗（1 ∶500，美国 Santa Cruz公司）孵育过夜；Tris缓冲0.9%NaCl溶液洗涤后，将膜与相应辣根过氧化物酶（HRP）结合的二抗室温下再孵育2 h，以GAPDH作为对照。 1.6 荧光素酶测定

将HEK293细胞接种至12孔板（3×105细胞/孔），通过

LipofectamineTM2000试剂用100 ng/mL非翻译区（UTR）/突变UTR荧光素酶基因构建体转染；miR-23b激动剂或拮抗剂，或NC共转染后收集细胞并检测荧光素酶活性，并与海肾荧光素酶活性作对照。

为研究人HCC组织中miR-23b与IL-11表达关系，参考所有HCC样本癌症和肿瘤基因图谱（TCGA）数据（https：//tcgadata.nci.nih.gov/tcga），并与具有miR-23b和IL-11表达的正常肝组织作对照，排除miR-23b和IL-11均有表达样本；先扩增IL-11 mRNA完整3'UTR并克隆至报道载体UTR荧光素酶基因3'UTR中，再用UTR载体作为模板，构建含点突变IL-11的3'UTR突变体UTR载体。 1.7 数据分析

采用GraphPad Prism和SPSS 19.0软件进行统计学分析及图形显示，计量资料以均数±标准差（±s）表示，两组间比较用t检验，或单因素方差分析和

Student-Newman-Keuls检验。Pearson相关算法用于分析miR-23b和IL-11表达间相关系数。P＜0.05为差异有统计学意义。 2 结果

2.1 miR-23b和 IL-11、IL-11Rα 表达

免疫组化分析显示HCC组织IL-11、IL-11Rα表达水平高于相邻正常肝组织（图1），RT-qPCR检测显示HCC组织miR-23b表达低于相邻正常肝组织，IL-11、IL-11Rα 表达高于相邻正常组织（图 2），TCGA数据对照分析显示HCC组织miR-23b表达显著增加，IL-11表达与相邻正常组织相比显著降低（图3），IL-11表达随miR-23b水平增加而降低（图4）；结果提示miR-23b与IL-11表达呈负相关。miR-23b表达与HCC患者年龄、性别、肿瘤大小、肿瘤分期和血管侵犯间关系分析发现，miR-23b表达与HCC血管侵犯存在相关性（P＝0.016）（表1）。

图1 免疫组化分析HCC和相邻正常肝组织IL-11、IL-11Rα表达（×200） 图2 RT-qPCR检测HCC和相邻正常肝组织miR-23b、IL-11、IL-11Rα相对表达（n=20）

图3 样本数据与TCGA数据对照分析显示miR-23b、IL-11相对表达

图4 RT-qPCR和样本数据与TCGA数据对照分析显示miR-23b、IL-11表达相关性

表1 患者miR-23b表达与临床数据关系 nBCLC分期：巴塞罗那临床肝癌分期? 2.2 miR-23b对SMMC-7721细胞 IL-11、IL-11Rα表达影响

RT-qPCR检测显示，与SMMC-7721细胞株相比，miR-23b在Hep3B细胞株中表达较高，在LM3细胞株中表达较低（图5）；与转染空白激动剂的SMMC-7721细胞和NC相比，转染miR-23b激动剂的SMMC-7721细胞miR-23b表达显著增加，IL-11、IL-11Rα表达显著降低，转染miR-23b拮抗剂的SMMC-

7721细胞miR-23b表达显著降低，IL-11和IL-11Rα表达显著升高（图6）。蛋白质印迹检测也观察到类似结果，与空白转染和NC组SMMC-7721细胞相比，转染miR-23b激动剂能下调IL-11、IL-11Rα表达，转染miR-23b拮抗剂能上调IL-11、IL-11Rα表达（图 7）。

图5 RT-qPCR检测不同HCC细胞株miR-23b表达

图6 转染miR-23b激动剂、拮抗剂和NC组SMMC-7721细胞 miR-23b、IL-11、IL-11Rα 表达与 NC 组相比，*P＜0.05，**P＜0.01

图7 蛋白质印迹检测SMMC-7721细胞IL-11、IL-11Rα表达与 NC 组相比，*P＜0.05， **P＜0.01， ***P＜0.001①IL-11、IL-11Rα表达；②半定量IL-11、IL-11Rα免疫活性条带

2.3 miR-23b对SMMC-7721细胞增殖和凋亡的影响

集落形成检测显示转染miR-23b激动剂细胞数量低于空白转染组和NC组，转染miR-23b拮抗剂细胞数量显著高于空白转染组和NC组（图8①）；细胞凋亡分析发现转染miR-23b激动剂SMMC-7721细胞凋亡率显著高于空白转染组和NC组，转染miR-23b拮抗剂SMMC-7721细胞显著低于空白转染组和NC组（图8②）。这表明miR-23b可能对HCC发挥抗癌作用，并能抑制其进展。 2.4 miR-23b与IL-11关系

荧光素酶测定系统检测显示，与空白转染组相比，分别用miR-23b激动剂和拮抗剂转染的UTR荧光素酶活性显著降低和增加，miR-23b识别位点突变拯救了荧光素酶活性（图9）；结果表明IL-11是miR-23b直接作用靶标。 2.5 miR-23b对HCC细胞增殖和凋亡的影响

集落形成检测发现pcDNA-IL-11转染miR-23b激动剂SMMC-7721细胞数量显著降低，siDNA转染miR-23b拮抗剂SMMC-7721细胞数量显著增加（图10①），流式细胞术观察显示pcDNA-IL-11转染miR-23b激动剂SMMC-7721

细胞凋亡增加，siDNA转染miR-23b拮抗剂SMMC-7721细胞凋亡抑制（图10②）；结果表明miR-23b可通过靶向IL-11抑制SMMC-7721细胞增殖并促进其凋亡。 3 讨论

以往研究发现病毒感染是HCC发展的主要原因之一。乙型肝炎病毒（HBV）和丙型肝炎病毒（HCV）感染分别占大多数发展中国家HCC总数的60%和33%［16-18］。许多研究显示miRNA可能参与了病毒复制基因表达的重要［19-20］。 干扰素（IFN）-β 能上调许多细胞miRNA表达，其中8种miRNA可能与其特定序列HCV基因组RNA相结合［21］。与正常肝组织相比，HCC组织miRNA表达发生了改变，可能成为将来HCC诊治的关键生物标志物和潜在靶点［22-23］。有研究显示HCC组织中miR-184表达明显上调，被认为能对HCC细胞发挥抗凋亡和促进增殖作用，也表明miR-184在HCC进展中可充当致癌剂作用［24］。有研究在HCC组织和细胞株观察到miR-335表达下调，提示miRNA可能通过直接靶向Rho激酶1抑制HCC细胞增殖和迁移［25］。大量研究表明miR-23b表达与乳腺癌和前列腺癌等多种恶性肿瘤有关［26-27］。然而miR-23b是否参与HCV感染和HCC进展仍然未知，因此有必要研究miR-23b在肝癌中的作用，为肝癌新的潜在治疗靶点开发提供证据。本研究结果提示miR-23b表达与HCC血管侵犯存在相关性，证实其对肝癌临床进展有一定相关性。

图8 miR-23b对SMMC-7721细胞增殖和凋亡的影响与 NC 组相比，*P＜0.05，**P＜0.01①集落形成测定各组SMMC-7721细胞转染增殖情况；②流式细胞仪分析各组SMMC-7721细胞凋亡情况

图9 荧光素酶测定系统检测结果与 NC组相比，**P＜0.01①荧光素酶基因下游克隆含野生型（WT）或突变体（MUT）miR-23α结合序列人IL-11’UTR片段；②含WT或MUT IL-11 3’UTR的双荧光素酶测定系统检测和计算与海肾荧光素

酶活性对照的相对荧光素酶活性

图10 miR-23b通过靶向IL-11对HCC细胞增殖和凋亡的影响与 NC 组相比，*P＜0.05，**P＜0.01，***P＜0.001①集落形成检测IL-11介导miR-23b对SMMC-7721细胞增殖的影响；②流式细胞术检测IL-11介导miR-23b对SMMC-7721细胞凋亡的影响

IL-11作为一种多功能蛋白，由IL-11Rα介导参与许多病理条件下多种细胞信号转导通路［28-29］。IL-11可被一些癌细胞如乳腺癌、结肠癌和肺癌细胞直接释放［30-32］。IL-11Rα 在某些癌症如前列腺癌［33］、骨肉瘤［34］和胃癌［13］中过度表达。 此外，IL-11 和 IL-11Rα表达可通过相同调节剂如IL-13，具协同作用［35］。IL-11能作用于T淋巴细胞、B淋巴细胞和巨噬细胞，并通过减少促炎细胞因子如TNF-α、IL-1β和IFN-γ产生发挥抗炎作用［36］，可能导致炎性反应减弱，促进肿瘤进展［37］。因此，需要进一步研究评估IL-11促进HCC发展的确切机制。本研究荧光素酶检测显示IL-11是miR-23b直接作用靶标。 本研究提示miR-23b在HCC组织表达低于相邻正常肝组织，IL-11、IL-11Rα与正常肝组织相比在HCC组织表达上调；miR-23b激动剂显著抑制SMMC-7721细胞 IL-11、IL-11Rα 表达，miR-23b拮抗剂却能显著增加其表达；TCGA数据综合分析证实miR-23b与IL-11负相关；体外集落形成检测和细胞凋亡分析也表明miR-23b可显著抑制SMMC-7721细胞增殖并加速其凋亡。本研究仅针对miR-23b对SMMC-7721细胞增殖和凋亡的影响，今后将应用更多不同HCC细胞株进一步探讨miR-23b的抗癌作用。

总之，本研究显示miR-23b可通过调节IL-11、IL-11Rα表达抑制肝癌进展，可能直接下调IL-11表达而在HCC进展中起抑癌作用。miR-23b可能是未来肝癌治疗的潜在靶点。 ［参 考 文 献］

【相关文献】

［1］ Altekruse SF， McGlynn KA，Dickie LA，et al.Hepatocellular carcinoma confirmation， treatment and survival in surveillance，

epidemiologyandendresultsregistries， 1992-2008［J］.Hepatology，2012，55：476-482. ［2］ Fong ZV，Tanabe KK.The clinical management of hepatocellular carcinoma in the United States， Europe， and Asia： a comprehensive and evidence-based comparison and review ［J］.Cancer， 2014， 120： 2824-2838.

［3］ Shen J， Wang A，Wang Q， et al.Exploration of genome-wide circulating

microRNA in hepatocellular carcinoma：MiR-483-5p as a potential biomarker［J］.Cancer Epidemiol Biomarkers Prev，2013，22：23-2373.

［4］ Harding JJ， Abou-Alfa GK.Treating advanced hepatocellular carcinoma： how to get out of first gear［J］.Cancer， 2014， 120：3122-3130.

［5］ 江 旭，李 慧，刘 航，等.影响肝细胞癌切除术后早期复发及生存的危险因素分析［J］.介入放射学杂志，2018，27：215-222.

［6］ 陈德连，胡坚超，江会红，等.TACE联合调强放疗治疗晚期肝癌的疗效观察［J］.介入放射学杂志，2017，26：799-802.

［7］ Yang JX， Rastetter RH， Wilhelm D.Non-coding RNAs： an introduction［J］.Adv Exp Med Biol， 2016， 886： 13-32.

［8］ Beermann J， Piccoli MT， Viereck J， et al.Non-coding RNAs in development and disease： background， mechanisms， and therapeutic approaches［J］.Physiol Rev， 2016， 96： 1297-1325.

［9］ Peschansky VJ， Wahlestedt C.Non-coding RNAs as direct and indirect modulators of epigenetic regulation［J］.Epigenetics， 2014，9：3-12.

［10］ Kovarikova A， Hezova R， Srovnal J， et al.The role of microRNAs in molecular pathology of esophageal cancer and their potential usage in clinical oncology［J］.Klin Onkol， 2014，27：87-96.

［11］ Ono K.Regulation of lipid metabolism by miRNAs and transcription factors［J］.Seikagaku， 2015， 87： 733-735.

［12］ Grossi I， Arici B， Portolani N， et al.Clinical and biological significance of miR23b and miR193a in human hepatocellular carcinoma［J］.Oncotarget， 2017， 8： 6955-6969.

［13］ Nakayama T， Yoshizaki A， Izumida S， et al.Expression of interleukin-11（IL-11）and IL-11 receptor alpha in human gastric carcinoma and IL-11 upregulates the invasive

activity of human gastric carcinoma cells［J］.Int J Oncol， 2007， 30： 825-833. ［14］ Lay V， Yap J， Sonderegger S， et al.Interleukin 11 regulates endometrial cancer cell adhesion and migration via STAT3 ［J］.Int J Oncol， 2012， 41： 759-7.

［15］ Livak KJ， Schmittgen TD.Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2-ΔΔCTMethod［J］.Methods， 2001， 25： 402-408.

［16］Ayub A，Ashfaq UA，Haque A.HBV induced HCC：major risk factors from genetic to molecular level［J］.Biomed Res Int，2013， 2013：810461.

［17］ Parkin DM.The global health burden of infection-associated cancers in the year 2002［J］.Int J Cancer， 2006， 118： 3030-3044.

［18］ Sanyal A， Poklepovic A， Moyneur E， et al.Population-based risk factors and resource utilization for HCC： US perspective［J］.Curr Med Res Opin，2010，26：2183-2191.

［19］ Banaudha K， Kaliszewski M， Korolnek T， et al.MicroRNA silencing of tumor suppressor DLC1 promotes efficient hepatitis C virus replication in primary human hepatocytes［J］.Hepatology，2011，53：53-61.

［20］ Houzet L， Yeung ML， de Lame V， et al.MicroRNA profile changes in human immunodeficiency virus type 1 （HIV-1）seropositive individuals［J］.Retrovirology， 2008， 5： 118.

［21］Pedersen IM，Cheng G，Wieland S，et al.Interferon modulation of cellular microRNAs as an antiviral mechanism［J］.Nature，2007，449：919-922.

［22］ Xie KL， Zhang YG， Liu J， et al.MicroRNAs associated with HBV infection and HBV-related HCC［J］.Theranostics， 2014，4：1176-1192.

［23］Ge Y， Yan X， Jin Y， et al.MiRNA-192 and miRNA-204 directly suppress lncRNA HOTTIP and interrupt GLS1-mediated glutaminolysis in hepatocellular carcinoma［J］.PLoS Genet， 2015，11：e1005726.

［24］ Gao B，Gao K，Li L，et al.MiR-184 functions as an oncogenic regulator in hepatocellular carcinoma（HCC）［J］.Biomed Pharmacother， 2014， 68： 143-148. ［25］ Liu H，Li W，Chen C，et al.MiR-335 acts as a potential tumor suppressor miRNA via downregulating ROCK1 expression in hepatocellular carcinoma［J］.Tumour Biol， 2015， 36： 6313-6319.

［26］ Jin L， Wessely O， Marcusson EG， et al.Prooncogenic factors miR-23b and miR-27b are regulated by Her2/Neu，EGF，and TNF-α in breast cancer［J］.Cancer Res， 2013， 73： 2884-26.

［27］ Rice MA，Ishteiwy RA，Magani F，et al.The microRNA-23b/-27b cluster suppresses prostate cancer metastasis via Huntingtininteracting protein 1-related［J］.Oncogene， 2016， 35： 4752-4761.

［28］ Permyakov EA，Uversky VN，Permyakov SE.Interleukin-11：a multifunctional

cytokine with intrinsically disordered regions［J］.Cell Biochem Biophys， 2016， 74： 285-296.

［29］ Teicher BA， Ara G， Northey D.Interaction of interleukin-11（rhIL-11） with cytotoxic therapies in the human HT-29 colon carcinoma［J］.Int J Oncol， 1997， 10： 1081-1085.

［30］ Furugaki K，Moriya Y，Iwai T，et al.Erlotinib inhibits osteolytic bone invasion of human non-small-cell lung cancer cell line NCI-H292［J］.Clin Exp Metastasis， 2011， 28： 9-659.

［31］ Morinaga Y， Fujita N， Ohishi K， etal.Suppression of interleukin-11-mediated bone resorption by cyclooxygenases inhibitors［J］.J Cell Physiol， 1998， 175： 247-254. ［32］ Buchert M， Burns CJ， Ernst M.Targeting JAK kinase in solid tumors： emerging opportunities and challenges［J］.Oncogene，2016，35：939-951.

［33］Zurita AJ， Troncoso P， Cardo-Vila M， et al.Combinatorial screenings in patients：the interleukin-11 receptor alpha as a candidate target in the progression of human prostate cancer［J］.Cancer Res， 2004， ： 435-439.

［34］Lewis VO，Ozawa MG，Deavers MT，et al.The interleukin-11 receptor a as a candidate ligand-directed target in osteosarcoma：consistent data from cell lines， orthotopic models， and human tumor samples［J］.Cancer Res， 2009， 69： 1995-1999.

［35］Chen Q，Rabach L， Noble P， et al.IL-11 receptor alpha in the pathogenesis of IL-13-induced inflammation and remodeling［J］.J Immunol， 2005， 174： 2305-2313. ［36］ Nicoletti F， Zaccone P， Conget I， et al.Early prophylaxis with recombinant human interleukin-11 prevents spontaneous diabetes in NOD mice［J］.Diabetes， 1999， 48： 2333-2339.

［37］Lgssiar A， Hassan M， Schott-Ohly P， et al.Interleukin-11 inhibits NF-kappaB and AP-1 activation in islets and prevents diabetes induced with streptozotocin in mice［J］.Exp Biol Med（Maywood）， 2004， 229： 425-436.